Angela OSTUNI | BIOTECNOLOGIE MEDICO DIAGNOSTICHE

ITALIANO

Conoscenza e comprensione Il corso si propone di fornire gli strumenti per conoscere e saper utilizzare tecniche per la preparazione di prodotti utili per la salute e per la diagnostica umana

Capacità di applicare conoscenza e comprensione Lo studente acquisirà le conoscenze per la preparazione di biofarmaci, vaccini, anticorpi monoclonali, per il mantenimento e l’utilizzo di colture cellulari, per la manipolazione di geni a fini terapeutici. Lo studente sarà in grado di comprendere e applicare le principali tecniche immunochimiche per la diagnostica clinica.

Autonomia di giudizio, abilità comunicative, capacità di apprendimento Lo studente sarà in grado: di valutare criticamente e autonomamente l’impiego di prodotti ottenuti e tecniche utilizzate in ambito diagnostico; di utilizzare un linguaggio chiaro, preciso e scientificamente corretto. Lo studente sarà in grado di eseguire un protocollo sperimentale, di interpretare dati e di scrivere una relazione.

Gli studenti devono aver acquisito conoscenze di argomenti di Patologia Generale, Biologia Molecolare, Biochimica Applicata

Preparazione di proteine usate come farmaci e nella diagnostica clinica mediante tecnologia del DNA ricombinante; colture di cellule di mammifero e utilizzo di cellule staminali; preparazione di vaccini; preparazione di anticorpi monoclonali; Target therapy; terapia genica; tecniche immunochimiche per la diagnostica clinica; cenni di tecniche utilizzate nelle biotecnologie della riproduzione

Blocco 1 (7 ore)

Biofarmaci e antigeni proteici prodotti con la tecnologia del DNA ricombinante. Strategie per migliorare le caratteristiche delle proteine naturali (1h).

Scelta del sistema eterologo per la produzione della proteina di interesse. Ottimizzazione dei processi di trascrizione e traduzione nei batteri. Ottimizzazione della stabilità delle proteine. Proteine di fusione. Sistemi di purificazione delle proteine ricombinanti mediante cromatografia. (2h).

Espressione di proteine in cellule eucariotiche. Tecniche di trasferimento genico: con lipidi, polipeptidi cationici,

elettroporazione, trasfezioni biolistiche. Trasferimento genico mediante vettori virali. Trasfezione stabile e transiente (2h)

Molecular pharming: trasformazione genica di piante e animali per la produzione di farmaci. Metodi di trasfezione di cellule vegetali. Produzione di animali transgenici (2h).

Blocco 2 (7 ore)

Colture cellulari di mammifero: Vantaggi e limiti. Classificazione delle colture cellulari. Allestimento di colture primarie- Linee cellulari. Saggi di vitalità e conta delle cellule. Cellule staminali: caratteristiche e classificazione. Concetto di homing e nicchia. Preparazione di staminali embrionali, vantaggi e limiti. Cellule staminali pluripotenti indotte. Staminali ematopoietiche: Identificazione e isolamento da sangue periferico e midollo osseo (piastratura e FACS). Separazione immunomagnetica. Utilizzo di cellule staminali in medicina rigenerativa. Ingegneria dei tessuti: supporti polimerici. Dalle cellule staminali agli Organoidi: preparazione e utilizzo (5h)

Introduzione alla citofluorimetria: componenti di un citofluorimetro, principi di funzionamento. Analisi dei parametri fisici. Misure di fluorescenza. Rappresentazione dei dati. Gating e sorting. Esempi di applicazioni della citofluorimetria: analisi del ciclo cellulare, valutazione dell’apoptosi, in diagnostica (2h)

Blocco 3 (8 ore)

Organizzazione della risposta immune. Immunità naturale e acquisita. Immunità umorale e cellulo-mediata. Definizione di antigene ed epitopo. Presentazione degli antigeni: complessi maggiori di istocompatibilità. Immunoprofilassi passiva. (2h)

Immunizzazione attiva: i Vaccini, tipologie e strategie di preparazione. Adiuvanti e meccanismo d’azione. Strategie per lo sviluppo di vaccini peptidici; preparazione di un vaccino anti-TNF nel murino. Vaccini a DNA. Vaccini a RNA (anti Sars-CoV2) (3h)

Risposta immunitaria ai tumori. Antigeni antitumorali e Vaccini antitumorali. Strategie per la preparazione di vaccini anti HPV, anti-HIV. Immunoterapia dei tumori: tecnologia CAR-T (2h)

Blocco 4 (6 ore)

Target therapy. Preparazione di Anticorpi monoclonali murini mediante la tecnica dell’ibridoma. Preparazione di anticorpi monoclonali umani e umanizzati (Tecnologia Phage display, anticorpi ricombinanti, anticorpi transgenici) (4h) Applicazioni degli anticorpi monoclonali. Anticorpi monoclonali nella terapia dei tumori: anticorpi nudi e coniugati (immunotossine, chemoimmunoconiugati, radioimmunoconiugati, ADEPT) (2h)

Blocco 5 (4 ore)

Tecniche immunochimiche per la diagnostica: sistemi di rivelazione e traccianti. ELISA, Western blotting. Irnmunocromatografia a flusso laterale. Immunodiffusione, Test di i emoagglutinazione, test di fissazione del complemento. (2h).

Immunocitochimica, immunoistochimica. FISH (2h)

Blocco 6 (6 ore)

Acidi nucleici come terapeutici. Oligonucleotidi antisenso. Silenziamento genico mediante RNA interference. (2h)

Terapia genica: strategie terapeutiche. Preparazione vettori virali. Terapia genica dei tumori solidi (potenziamento della risposta immune, trasferimento geni suicidi e compensativi). Terapia genica ex-vivo con cellule staminali: curare la epidermolisi bollosa e l’ADA-SCID. Tecnologia CRISPR/Cas9 (4h)

Blocco 7 (2 ore)

Elementi di Biotecnologie riproduttive: metodiche di procreazione medicalmente assistita.

Blocco 8 (12 ore)

Esercitazioni in laboratorio. Determinazione del titolo di un anticorpo mediante ELISA Indiretto: discussione del protocollo di lavoro, esecuzione guidata delle diverse fasi dell’esperimento, analisi critica dei risultati.

Il corso prevede 40 ore di lezione in aula e 12 ore di esercitazione in laboratorio per piccoli gruppi di studenti

L’esame è orale. Lo studente deve dimostrare ragionamento critico e capacità di collegare i diversi argomenti affrontati. L’attività di laboratorio sarà discussa previo invio di un elaborato scritto almeno una settimana prima della data di esame.

Metodologie di base per le scienze biomolecolari. Rob Reed, David Holmes, Jonathan Weyers,Allan Jones. Zanichelli

Introduzione alle colture cellulari. Mariottini et al. Morgan Edizioni tecniche

Le cellule staminali e la terapia genica. Antonino Sapuppo. Giunti

Biologia cellulare e genetica. Parte I (cap.16, 18,21). A. Fantoni et al. Ed. Piccin

Fondamenti di immunologia. A.K. Abbas, A.H. Lichtman. Ed Piccin o Introduzione alla medicina molecolare. D.W. Ross. Springer ed.

Dispense del corso o articoli scientifici (in inglese) di approfondimento su specifici argomenti forniti dalla docente

All’inizio del corso, vengono presentati agli studenti gli obiettivi del corso, il programma, i metodi di verifica e il materiale didattico disponibile. La docente farà l'elenco degli studenti, indicando nome, matricola ed e-mail. Entro il mese di novembre la docente prende l’elenco degli studenti che intendono seguire le esercitazioni di laboratorio. La partecipazione alla esercitazione è possibile solo su prenotazione.

Il ricevimento studenti è il venerdì dalle 16 alle 19 (2° piano del Dipartimento di Scienze) previo appuntamento via e-mail. La docente è disponibile anche ad appuntamenti su piattaforma meet, concordati via e-mail.

2 Febbraio, 2 marzo, 4 maggio, 6 luglio, 7 settembre, 9 ottobre, 4 dicembre

NO

Le date di esame possono essere consultate al seguente link

https://unibas.esse3.cineca.it/ListaAppelliOfferta.do;jsessionid=C48EC804020D99044C736AB9D737FF66.esse3-unibas-prod-04