Rocco ROSSANO | BIOCHIMICA APPLICATA

Italiano

Conoscenze e capacità di comprensione: Alla fine del corso e per il superamento dell'esame lo studente dovrà dimostrare di aver acquisito le conoscenze di base delle principali metodologie biochimiche utilizzate nella separazione, identificazione, caratterizzazione ed analisi di biomolecole; - è in grado di disegnare o di valutare protocolli sperimentali impiegati nella ricerca biochimica.

Conoscenze applicate e capacità di comprensione: Lo studente dovrà dimostrare la comprensione dei concetti e dei principi previsti dal corso, nonché l’applicazione di protocolli sperimentali.

Autonomia di giudizio: Capacità di valutare autonomamente e di traslare i concetti base acquisiti nell’ambito delle metodologie biochimiche e biomolecolari ai contesti scientifici, al fine di ottenere beni e servizi utili. Inoltre, lo studente dovrà essere in grado di valutare autonomamente le tecniche più appropriate per lo studio delle biomolecole.

Abilità di comunicare: Capacità di comunicare ed illustrare, in contesti scientifici e/o divulgativi, i principi alla base delle principali tecniche biochimiche e di biologia molecolare.

Capacità di apprendere: capacità di accedere e comprendere la letteratura scientifica del settore, al fine di essere in grado di impiegarli nel campo della ricerca e di seguire con profitto eventuali corsi di specializzazione, seminari e master.

Non richiesti, ma sono consigliate solide conoscenze di Biochimica e Biologia Molecolare, Chimica Generale e Organica, nonché alcuni principi di fisica al fine di raggiungere una comprensione globale degli argomenti proposti.

Tecniche di base utilizzate nei laboratori di Biochimica e Biologia Molecolare

Il corso è suddiviso in 7 blocchi (dei quali 6 di lezioni frontali ed 1 di esercitazioni in laboratorio)

Blocco 1: Tecniche elettroforetiche (8 h)

Scopo della metodica, principi generali e strumentazione (per elettroforesi zonale e elettroforesi capillare). Principali tecniche elettroforetiche: elettroforesi delle proteine (SDS-PAGE, elettroforesi in condizioni native, elettroforesi in gradiente, isoelettrofocalizzazione, elettroforesi bidimensionale, DIGE, Western blot); elettroforesi e analisi degli acidi nucleici (Northen e Southern blot). Metodi di rivelazione e valutazioni quantitative (colorazioni “in gel"). Esempi di applicazioni in ambito biomedico: il protidogramma, elettrotrasferimento, analisi dei polimorfismi genetici, interazione tra acidi nucleici e proteine, mappe proteomiche.

Blocco 2: Tecniche radioisotopiche (8 h)

Struttura dell’atomo. Stabilità atomica e radiazione. Tipi di decadimento radioattivo. Unità di misura della radioattività. Principali isotopi usati in campo biotecnologico. Rivelazione e misura della radioattività. Metodi basati sulla ionizzazione dei gas: il contatore Geiger-Muller. Metodi basati sull’eccitazione: i contatori a scintillazione. Metodi basati sull’esposizione di emulsioni fotografiche: autoradiografia, dosimetri.

Blocco 3: Tecniche cromatografiche (4 h)

Introduzione e principi generali. Tempo di ritenzione e risoluzione (selettività, fattore di capacità, efficienza della colonna). Tipologie di cromatografia su colonna (a scambio ionico, ad esclusione molecolare, di affinità, di partizione, di adsorbimento). HPLC (cromatografia liquida ad alta pressione).

Blocco 4: Tecniche di centrifugazione (4 h)

Principi  di base della sedimentazione, il coefficiente di sedimentazione. Tipi di centrifughe e di rotori. Ultracentrifughe preparative e analitiche.  Centrifugazione differenziale. Centrifugazione in  gradiente di densità: centrifugazione zonale e isopicnica. Esempi di applicazioni: separazione di cellule, organelli subcellulari, proteine, acidi nucleici.

Blocco 5: Tecniche spettroscopiche (8 h)

La radiazione elettromagnetica, Legge di Lambert-Beer e sue applicazioni quantitative, concetto di curva di taratura. Metodi diretti ed indiretti per il dosaggio della concentrazione delle proteine. Metodo del Biureto, metodo di Lowry  metodo del BCA, metodo di Bradford. Principi di luminometria.

Blocco 6: Metodi di purificazione di enzimi e dosaggi enzimatici (8 h)                                               

Scelta della tecnica di purificazione più adatta, valutazione dell'attività specifica e della resa. Dosaggio dell'attività enzimatica, dosaggio di un substrato per via enzimatica. Enzimi immobilizzati ed esempli di applicazione.

Blocco 7: Esercitazioni in laboratorio (12 h)

Il corso prevede 40 ore di lezioni frontali e 12 di laboratorio pratico. La frequenza alle esercitazioni in laboratorio è obbligatoria ai fini dell'ammissione all'esame. La frequenza alle lezioni frontali è fortemente raccomandata.

Il raggiungimento degli obiettivi formativi verrà verificato attraverso un esame orale  che prevede la formulazione di almeno tre domande. Il voto (in trentesimi) è attribuito in funzione della maturità e delle competenze dimostrate dallo studente nell’ esposizione delle risposte

- K. Wilson, J. Walker,  Biochimica e biologia molecolare, principi e tecniche. Ed. R. Cortina

- M. Maccarone, Metodologie biochimiche e biomolecolari. Ed. Zanichelli

- Materiale didattico fornito dal docente.

Orario di ricevimento presso lo studio del docente (Prof. Rossano 3° piano-edificio 3ANord): Venerdì ore 9.00-13.00. Oltre all’orario di ricevimento settimanale, il docente e? disponibile in ogni momento per un contatto con gli studenti attraverso la propria e-mail.

Prof. Castiglione Morelli (Edificio 3ASud, Studio 2A233, 2° piano): Martedì: 17.30-19, altri orari di ricevimento possono essere concordati via e-mail (maria.castiglione@unibas.it) 

08/02/2024; 07/03/2024; 16/05/2024; 24/06/2024; 15/07/2024; 12/09/2024; 10/10/2024; 19/12/2024

No

Commissione d'esame

Prof. ROCCO ROSSANO (PRESIDENTE)

Prof.ssa MARIA ANTONIETTA CASTIGLIONE MORELLI(COMPONENTE)

Prof. ANGELA OSTUNI (COMPONENTE)

Prof.ssa SIMONA TODISCO (COMPONENTE)

Codice Classroom: jhwvvfy